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保存温度和条件
对于很多抗体而言，分装成小等份并存于-20度或-80度是最佳保存条件。分装成小等份可最大程度减少由冻融造成的损伤，以及从单个试剂瓶中多次吸取而引入的污染。小等份只需冻融一次，如有剩余，可将剩余物保存于4度。在收到抗体时，在10,000×g下离心20秒以沉积截留于试剂瓶螺纹的溶液，并以小等份转移至低蛋白结合微量离心管中。小等份的量取决于实验人员在实验中通常采用的量。小等份应不小于10ul；等份越小，储液浓度因抗体蒸发及吸附于保存瓶表面而受到的影响越大。
在大多数情况下，收到抗体时在4度下保存一至两周，然后再冷冻进行长期保存是可接受的，但也许腹水液是例外，它是包含蛋白酶，因而应该尽快冻存。同样，遵照说明书上的建议是重要的。
特别注意：
酶偶联抗体不应冻存，而应保存于4度。冻融不仅影响抗体结合能力，还会降低酶活性。
无论偶联是荧光染料、酶还是生物素，偶联抗体都应保存于深色试剂瓶中或用锡箔纸包裹。暴露于光线中将损害偶联物的活性。特别是荧光偶联物易受到光漂白影响，在实验的所有阶段都应避光。
IgG3同型抗体具有解冻时形成聚集物的独特趋势，应始终保存于4度。
用叠氮化钠防止污染
为了防止微生物污染，可将叠氮化钠加入抗体制备品中达到0.02%（W/V）的终浓度。很多抗体已经包含这种防腐剂，所用浓度为0.02至0.05%。
不使用叠氮化钠的情形：
如果用抗体染色或处理活细胞，或如果用抗体进行体内研究，一定要使用不包含叠氮化钠的制备品。该抗菌剂也对大多数其他生物具有毒性：它阻断细胞色素电子传递系统。
叠氮化钠会干扰氨基参与的任何偶联，应在偶联进行前除去。偶联后，抗体可保存于叠氮化钠中，除此之外，0.01%硫汞撒（硫柳汞）不含伯胺，也是可接受的替代物。
叠氮化钠可通过透析或凝胶过滤从抗体溶液中除去。IgG的分子量为150,000道尔顿（IgM为约600,000）；叠氮化钠的分子量为65道尔顿。截留分子量为14,000道尔顿的微透析装置可保留抗体同时使叠氮化物向外扩散。在保存于4度的磁性搅拌器上的烧杯中，每毫升抗体使用至少一升冷PBS并搅拌透析装置6小时。更换PBS两次，每次更换搅拌至少6小时。如有可能，所有材料都应灭菌并且所得的制备物应无菌操作。
冷冻/融化损伤
重复冷冻/融化循环可使抗体变性，导致其形成使抗体结合能力降低的聚集物。
保存于-20度对于大多数抗体是适合的；保存于-80度无明显优势。冰箱不能为无霜型。这些冷冻和融化之间的循环（以减少结霜）恰恰是应该避免的。出于相同原因，抗体试剂瓶应置于具有最小温度波动的冰箱区域，例如朝冰箱后部放置而不是置于门架上。
有些研究人员加入冷冻保护剂甘油达到50%的终浓度以防止冷冻/融化损伤；甘油可将凝固点降低至低于-20度。虽然这对于很多抗体是可接受的，但是在该保存条件下的抗体稳定性也需要考虑。不建议将包含甘油的溶液保存于-80度，因为该温度低于甘油的凝固点。请注意甘油可被细菌污染。如果加入甘油或冷冻保护剂，则应当小心操作，以得到无菌制备物。
应避免抗体在稀释至工作浓度后在4度下保存超过一天。蛋白质在高浓度下保存时一般不易降解，理想的浓度为1mg/ml或更高。这是在抗体溶液中加入蛋白质例如BSA作为稳定剂的理论基础。加入的蛋白质也有助于减少抗体因结合于容器壁上而造成的损伤。对于打算进行偶联的抗体而言，由于稳定蛋白质会与抗体竞争，降低了偶联的效率，所以不应加入稳定蛋白质。
抗体保存指南：如果恰当保存和处理，大多数抗体应能保持活性数月乃至数年。